2015, Vol. 42文章信息
- 贾志峰，郑丽华，赵亚恒，冯建刚. 2015.
- JIA Zhifeng, ZHENG Lihua, ZHAO Yaheng, FENG Jiangang. 2015.
- 滑膜肉瘤相关发病机制的研究进展
- Advances in Pathogenesis of Synovial Sarcoma
- 肿瘤防治研究, 2015, 42(07): 716-719
- Cancer Research on Prevention and Treatment, 2015, 42(07): 716-719
- http://www.zlfzyj.com/CN/10.3971/j.issn.1000-8578.2015.07.016
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文章历史
- 收稿日期：2014-07-21
- 修回日期：2015-01-30
引用本文 |
2. 050035 石家庄,河北医科大学第一医院普外科
2. Department of General Surgery,The First Hospital of Hebei Medical University,Shijiazhuang 050035, China
滑膜肉瘤(synovial sarcoma,SS)约占软组织肉瘤的10%,多见于青壮年,好发于近关节部位,偶发于肺、胸膜、腹壁及头颈部。5年生存率61%~80%[1],10年生存率为10%~30%[2]。其不良预后与肺转移及淋巴结转移有关,转移机制尚未完全明了。组织学上分为双相型(由上皮样和纺锤样细胞按不同比例组成)、单相型(仅由纺锤样细胞组成)和未分化型。其中单相型SS形态上与其他梭形细胞肉瘤(如恶性周围神经鞘膜瘤、纤维肉瘤、平滑肌肉瘤等)较难鉴别。免疫组织化学方面,SS可同时表达细胞角蛋白(CK)和(或)上皮膜抗原(EMA)和波形蛋白(vimentin),有利于组织学鉴别。
在细胞遗传学上,SS以t (X;18)(p11.2-q11.2)染色体易位为特征,即X染色体的SSX和18号染色体的SYT基因融合形成SYT-SSX (又名:SS18-SSX),其中SSX有5种同源染色体基因(SSX1-SSX5)。已证明,SS形态学特点与SYT-SSX基因融合密切相关[3]。1 SYT-SSX融合促进SS细胞发生
SYT在多种胚胎和成人组织中均表达。SYT由387个氨基酸组成,富含谷氨酰胺(19%)、脯氨酸(16%)和甘氨酸(14%),目前已证明SYT与靶基因作用后能够增强其转录活性[4]。SSX虽然没有与DNA结合的特定位点,但是具有两处易结合区域,其中一处是N末端类似KRAB (Krüppelassociated box)的结构域,另一处是C末端一个叫SSXRD的区域。SSX与靶基因结合后发挥抑制功能[5]。然而,当SSX与SYT融合后KRAB相关结构域就不存在了:SYT的C末端8个氨基酸残基被SSX的78个氨基酸残基取代,形成一种融合蛋白--SYT-SSX。这一蛋白通过反式激活其他基因的异常转录促进瘤细胞形成。在SS中SYT-SSX1和SYTSSX2是SYT-SSX最常见的两种亚型。
Cai等[6]研究阻断SYT-SSX之后SS细胞的存活率显著降低。敲除SYT-SSX1能够抑制SS细胞生长并诱导其凋亡[7]。在SYO-1细胞系中,SYT-SSX阳性的SS细胞Ki-67标记指数(Ki-67 LI)明显高于SYTSSX阴性者,应用SYT-SSX siRNA处理后,肿瘤细胞会普遍停滞在G0/G1期[6]。上述结果表明SYT-SSX促进SS细胞增殖。
1.1 通过Wnt/β-catenin信号通路促进SS发生在SYT-SSX2转基因小鼠中研究发现,SYT-SSX2能够激活Wnt/β-catenin信号通路,通过敲除β-catenin基因抑制Wnt信号通路后,SS细胞发生受到阻滞[8]。在SS异种移植模型中发现,通过复合受体封闭和小分子CK1α激活剂,能够阻滞SS生长。研究表明,CK1α活化能够有效抵抗β-catenin介导的致瘤作用,在恶性黑色素瘤中CK1α还具有抗侵袭功能(通过Wnt信号通路)[9],在肠中CK1α是Wnt信号通路的负性调节物[10]。CK1α促效剂能够通过旁路促进Wnt信号通路突变(APC和β-catenin突变)[11]。Barham等[8]发现SYT-SSX2通过其细胞核程序重排功能上调Wnt/β-catenin级联反应。总之这些研究证明SYT-SSX通过Wnt/β-catenin信号通路促进SS发生。
1.2 通过PcG失衡促进SS发生PcG (Polycomb group)蛋白是表观遗传调控因子中一个非常重要的家族,它们是一组通过染色质修饰调控靶基因的转录抑制子,参与维持特定基因的沉默。从生化和功能上它可以分成两个主要的核心蛋白复合体:PRC1(Polycomb repressive complex 1)和PRC2(Polycomb repressive complex 2)。PcG蛋白不仅能够控制个体正确的发育模式,而且与细胞的增殖、分化和肿瘤发生有关。
Barco等[12]研究表明,SYT-SSX2与PRC (Polycomb repressive complex)相互作用,调节PRC的基因沉默活性。SYT-SSX2能够导致PcG的Bmi1亚基不稳,从而导致PcG相关组蛋白H2A的泛素化以及PcG靶基因的活化障碍。PcG的沉默功能在许多生理过程中起着至关重要的作用,目前关于PcG的沉默功能已在多种肿瘤中得到证实。Barco等[12]研究发现,在特定的条件下SYT-SSX2癌基因的表达导致PcG的功能丧失,这有力地冲击了"癌症中PcG的活化都是增强的"这一观点,并表明PcG活化的任何不平衡均可能驱动细胞癌变。因此,SYT-SSX2嵌合体可能会通过PcG失衡导致SS发生。
1.3 通过ERK信号通路调控SS细胞生长胞外信号调节激酶(extracellular signal-regulated kinase,ERK)是丝裂原活化蛋白激酶(mitogenactivated protein kinase,MAPK)家族的一员,包括ERK1和ERK2,是将信号从表面受体转导至细胞核的关键,它的信号传递途径是涉及调节细胞增殖、生长及分化的信号网络的核心。ERK和其信号通路在肿瘤侵袭、转移过程中起中介和放大信号的作用,一方面接受大量来自生长因子、丝裂原、环境刺激等的信号,另一方面通过ERK信号级联反应作用于核转录因子,如AP-1、NF-кB等,调控基因表达。在人类的癌症(如口腔癌、黑色素瘤、乳腺癌等)中都可发现ERK的过度激活。其活化形式为磷酸化胞外信号调节激酶(Phospho-extracellular signal-regulated kinase,p-ERK)。Cai等[6]采用qRT-PCR和Western blot分析显示,下调SYT-SSX表达能显著降低ERK和p-ERK表达。同样,p-ERK在SYT-SSX阳性的SS中的表达远远高于在SYT-SSX阴性的SS中的表达。
高表达细胞周期蛋白D对于肿瘤细胞发生、增殖非常重要[13]。对细胞周期蛋白D水平的调整主要是在转录和翻译阶段,但是对其快速调整通常是通过蛋白质降解作用实现[14]。研究发现,在SS细胞中阻断SYT-SSX后细胞周期蛋白D水平显著减少;TMA分析表明,在SYT-SSX阳性病例中细胞周期蛋白D的表达明显高于SYT-SSX阴性的病例[6]。这表明在SS细胞增殖中,SYT-SSX对细胞周期蛋白D的调节起到了至关重要的作用。细胞周期蛋白D激活CDK4掌控G1期的细胞生长,TMA分析显示,CDK4的表达差异很大,它的调节和D型细胞周期蛋白密切相关[15]。RAS/RAF/MEK/ERK信号通路以及其他通路(如mTOR)协同激活或钝化多种CDK4激酶。
一些研究表明,RAS/RAF/MEK/ERK信号通路对于细胞周期循环非常重要[16]。ERK1/2通路抑制剂PD98059和U0126能够抑制细胞周期蛋白D表达,并通过ERK1/2通路诱导细胞G1期阻滞[17]。目前认为CDK4活性的抑制是由下调细胞周期蛋白D[17]和(或) CDK抑制剂p27kip1的蓄积所致[18]。
在SYO-1细胞系和SS组织中研究发现,SYT-SSX的表达造成ERK的表达显著改变。TMA分析显示,p-ERK的表达促进细胞周期蛋白D和CDK4的表达。因此,SYT-SSX对细胞周期的调节可能是通过调节ERK的表达来实现的,其中ERK就是SYT-SSX和细胞周期蛋白D/CDK4桥接的关键点[6]。总之,融合基因SYT-SSX能够通过ERK信号通路调控SS细胞生长。
1.4 在人类SS中的SYT-SSX融合基因Amary等[19]对人类SS标本进行分析表明,约98%的标本SYT-SSX表达阳性,其中SYT-SSX1阳性率为61%,SYT-SSX2阳性率为37%。并且SYT-SSX的阳性表达可以作为SS的诊断指标。日本用SYTSSX衍生肽疫苗治疗21例晚期SS患者,同时辅以不完全弗氏佐剂(incomplete Freund's adjuvant,IFA)和IFN-α,50%患者的肿瘤进入了休眠期,其中1例转移灶出现萎缩。20例均未出现明显不良反应,1例发生脑出血[20]。这些间接证明了SYT-SSX促进SS发生发展。
2 上皮-间质转化促进SS进展上皮-间质转化(epithelial-mesenchymal transition,EMT)是指上皮细胞通过特定程序转化为具有间质表型细胞的生物学过程。最近几年,关于EMT在肿瘤浸润、转移中的作用得到了广泛研究。上皮细胞通过EMT褪去其接合结构,并表达间充质相关蛋白,重塑它们的胞外基质,最后成功迁移。迁移浸润后,肿瘤细胞再度转回上皮形态(间充质-上皮转化,mesenchymal-epithelial transition,MET)并在远位增殖产生肿瘤。因此,EMT/MET在肿瘤浸润、转移过程中是紧密联系在一起的。参与EMT/MET的调节包括TGF-β1、Smad、Wnt和Notch等信号通路以及一些转录因子[21]。
2.1 TGF-β和Smad信号通路在人类多种肿瘤的发生发展中TGF-β是EMT的主要诱导物,它通过Smad依赖性和非依赖性转录途径促进EMT[22]。Qi等[23]研究发现,在双相型和单相型SS细胞中TGF-β1和Smad2/3均过量表达。此外,根据cTNM分期,Smad2/3蛋白水平与临床Ⅲ、Ⅳ期显著相关(P=0.021),TGF-β1水平与Ⅲ、Ⅳ期呈正相关(P=0.052)。总之,TGF-β1/Smad在SS细胞的EMT中发挥了重要作用,它们促进肿瘤进展,与不良预后相关。
2.2 锌指蛋白Snail和Slug在上皮来源的肿瘤细胞中,锌指转录因子Snail和Slug是EMT的重要转录和调节因子[24]。Snail结合到E-钙黏蛋白(E-cadherin)启动子的E-box,产生组蛋白去乙酰化酶HDAC1和DNA甲基转移酶,从而沉默E-cadherin基因[25]。Snail通过抑制上皮标志物和诱导间充质标志物的表达来触发EMT,这是EMT发生的关键一步。
在双相型SS中,Snail的表达显著下降,分析显示,其E-cadherin与Snail的表达呈负相关(P=0.009)[23]。然而,Slug的表达不像Snail那样降低,它与E-cadherin的表达也没有相关性,这可能是因为Slug对E-cadherin的抑制作用较弱[26]。在单相型SS中检测发现,Snail (80%)和Slug (70%)表达率高,E-cadherin蛋白显著下调(P=0.035),它们之间也呈负相关。E-cadherin与Snail表达的负相关性早已在SS中得到证实[27],并且在子宫颈癌、乳腺癌和胃癌中也有类似发现[28]。
在EMT中TGF-β信号调节机制非常复杂,TGF-β1通过多条途径促进EMT。此外,TGF-β1通常与Notch、Wnt、FGF[29]以及其他EMT相关因子协同发挥功能[30]。Qi等[23]报道,在上皮样和纺锤样以及单相型SS中均检测到TGF-β1和Smad2/3的高表达。E-cadherin和β-catenin的表达与细胞分化有关。降低E-cadherin和β-catenin的表达可能预示复发或转移和预后不良,在转移后的SS中,核β-catenin的表达与预后不良有关[31]。β-catenin位于细胞质中,在细胞进行EMT时,它转位到细胞核促进基因转录并诱导EMT。核β-catenin与T细胞因子/淋巴增强结合因子是一转录共活化物,共同调控Snail基因转录[31]。因此,我们认为锌指蛋白Snail和Slug之间,以及与其他一些因子之间相互作用,为TGF-β和Wnt信号通路提供"桥梁"。
总之,在SS中E-cadherin的表达受抑制与纺锤样肿瘤细胞过度表达Snail和Slug有关,还与TGF-β1信号通路的激活有关。这些数据支持这一假说:EMT有助于滑膜肉瘤纺锤样细胞和上皮样细胞之间的转变。
3 Twist1促进SS发生发展目前研究证明,在大量SS病例及两个SS细胞系(HSSYII和SW982)中Twist1均过度表达,尤其是在SS间质部分,另外,SS细胞系缺失Twist1导致间质标志物下调、上皮标志物上调,同时SS细胞系的浸润迁移能力也大大受损[32]。这表明Twist1在维持SS间质特性方面发挥了重要作用。
此外,敲除Twist1诱导SS细胞G1期阻滞和凋亡。在裸鼠敲除Twist1能够明显抑制所移植SS的生长,这表明Twist1在SS发生发展中必不可少。应用染色质免疫共沉淀测序(Chromatin immunoprecipitation-solexa whole genome sequencing,ChIP-seq)和cDNA微阵列发现,Twist1直接靶基因能够调节间质细胞增殖和肿瘤自我更新增殖[32]。进一步研究发现,SYT-SSX1缺失可诱导Twist1表达下调,暗示Twist1受SYT-SSX1调节。缺失Twist1后Bmi1水平明显下降,这一结果表明Twist1促进SS发生发展可能是通过Bmi1介导完成的,另外Twist1还可能通过抑制p53促进SS增殖,但这需进一步实验证明[32]。
4 结语综上所述,SS的发病机制十分复杂,涉及基因融合、多种信号转导通路及相关因子,如SYT-SSX融合、EMT/MET、Wnt/β-catenin、PcG、ERK、TGF-β、Smad、Snail、Slug、Twist1等。通过这些研究有助于加深我们对SS发病机制的理解。近年来,随着分子生物学和分子遗传学的飞速发展,在SS发病机制研究方面取得了显著进展,但还不能明确阐释。因此,我们需进一步探索SS的发病机制,为SS的靶向治疗提供理论依据。
| [1] | Shi W, Indelicato DJ, Morris CG, et al. Long-term treatment outcomes for patients with synovial sarcoma:A 40-year experience at the University of Florida[J]. Am J Clin Oncol, 2013, 36(1):83-8. |
| [2] | Haldar M, Randall RL, Capecchi MR. Synovial sarcoma:from genetics to genetic-based animal modeling[J]. Clin Orthop Relat Res, 2008, 466(9):2156-67. |
| [3] | Antonescu CR, Kawai A, Leung DH, et al. Strong association of SYT-SSX fusion type and morphologic epithelial differentiation in synovial sarcoma[J]. Diagn Mol Pathol, 2000, 9(1):1-8. |
| [4] | Brett D, Whitehouse S, Antonson P, et al. The SYT protein involved in the t(X;18) synovial sarcoma translocation is a transcriptional activator localized in nuclear bodies[J]. Hum Mol Genet, 1997, 6(9):1559-64. |
| [5] | Yoneda Y, Ito S, Kunisada T, et al. Truncated SSX protein suppresses synovial sarcoma cell proliferation by inhibiting the localization of SS18-SSX fusion protein[J]. PLoS One, 2013, 8(10):e77564. |
| [6] | Cai W, Sun Y, Wang W, et al. The effect of SYT-SSX and extracellular signal-regulated kinase (ERK) on cell proliferation in synovial sarcoma[J]. Pathol Oncol Res, 2011, 17(2):357-67. |
| [7] | Carmody Soni EE, Schlottman S, Erkizan HV, et al. Loss of SS18-SSX1 inhibits viability and induces apoptosis in synovial sarcoma[J]. Clin Orthop Relat Res, 2014, 472(3):874-82. |
| [8] | Barham W, Frump AL, Sherrill TP, et al. Targeting the wnt pathway in synovial sarcoma models[J]. Cancer Discov, 2013, 3(11):1286-301. |
| [9] | Sinnberg T, Menzel M, Kaesler S, et al. Suppression of casein kinase 1alpha in melanoma cells induces a switch in beta-catenin signaling to promote metastasis[J]. Cancer Res, 2010, 70(17): 6999-7009. |
| [10] | Elyada E, Pribluda A, Goldstein RE, et al. CKIα ablation highlights a critical role for p53 in invasiveness control[J]. Nature, 2011, 470(7334):409-13. |
| [11] | Thorne CA, Hanson AJ, Schneider J, et al. Small-molecule inhibition of Wnt signaling through activation of casein kinase 1α[J]. Nat Chem Biol, 2010, 6(11):829-36. |
| [12] | Barco R, Garcia CB, Eid JE. The synovial sarcoma-associated SYT-SSX2 oncogene antagonizes the polycomb complex protein Bmi1[J]. PLoS One, 2009, 4(4):e5060. |
| [13] | Yu Q, Geng Y, Sicinski P. Specific protection against breast cancers by cyclin D1 ablation[J]. Nature, 2001, 411(6841): 1017-21. |
| [14] | Recchia AG, Musti AM, Lanzino M, et al. A cross-talk between the androgen receptor and the epidermal growth factor receptor leads to p38MAPK-dependent activation of mTOR and cyclinD1 expression in prostate and lung cancer cells[J]. Int J Biochem Cell Biol, 2009, 41(3):603-14. |
| [15] | Bockstaele L, Coulonval K, Kooken H, et al. Regulation of CDK4[J]. Cell Div, 2006, 1:25. |
| [16] | Lobenhofer EK, Huper G, Iglehart JD, et al. Inhibition of mitogen-activated protein kinase and phosphatidylinositol 3-kinase activity in MCF-7 cells prevents estrogen-induced mitogenesis[J]. Cell Growth Differ, 2000, 11(2):99-110. |
| [17] | Squires MS, Nixon PM, Cook SJ. Cell-cycle arrest by PD184352 requires inhibition of extracellular signal-regulated kinases (ERK) 1/2 but not ERK5/BMK1[J]. Biochem J, 2002, 366(Pt 2):673-80. |
| [18] | Motti ML, De Marco C, Califano D, et al. Loss of p27 expression through RAS->BRAF->MAP kinase-dependent pathway in human thyroid carcinomas[J]. Cell Cycle, 2007, 6(22):2817-25. |
| [19] | Amary MF, Berisha F, Bernardi Fdel C, et al. Detection of SS18- SSX fusion transcripts in formalin-fixed paraffin-embedded neoplasms:analysis of conventional RT-PCR, qRT-PCR and dual color FISH as diagnostic tools for synovial sarcoma[J]. Mod Pathol, 2007, 20(4):482-96. |
| [20] | Kawaguchi S, Tsukahara T, Ida K, et al. SYT-SSX breakpoint peptide vaccines in patients with synovial sarcoma:a study from the Japanese Musculoskeletal Oncology Group[J]. Cancer Sci, 2012, 103(9):1625-30. |
| [21] | Heldin CH, Vanlandewijck M, Moustakas A. Regulation of EMT by TGFbeta in cancer[J]. FEBS Lett, 2012, 586(14):1959-70. |
| [22] | Fuxe J, Vincent T, Garcia de Herreros A. Transcriptional crosstalk between TGF-beta and stem cell pathways in tumor cell invasion: role of EMT promoting Smad complexes[J]. Cell Cycle, 2010, 9(12):2363-74. |
| [23] | Qi Y, Wang CC, He YL, et al. The correlation between morphology and the expression of TGF-β signaling pathway proteins and epithelial-mesenchymal transition-related proteins in synovial sarcomas[J]. Int J Clin Exp Pathol, 2013, 6(12):2787-99. |
| [24] | Hajra KM, Chen DY, Fearon ER. The SLUG zincfinger protein represses E-cadherin in breast cancer[J]. Cancer Res, 2002, 62(6): 1613-8. |
| [25] | Saito T, Nagai M, Ladanyi M. SYT-SSX1 and SYT-SSX2 interfere with repression of E-cadherin by snail and slug:a potential mechanism for aberrant mesenchymal to epithelial transition in human synovial sarcoma[J]. Cancer Res, 2006, 66(14):6919-27. |
| [26] | Thiery JP, Acloque H, Huang RY, et al. Epithelial-mesenchymal transitions in development and disease[J]. Cell, 2009, 139(5): 871-90. |
| [27] | Su b r ama n i am MM, Na v a r r o S, Ll omb a r t -Bo s c h A. Immunohistochemical study of correlation between histologic subtype and expression of epithelial-mesenchymal transitionrelated proteins in synovial sarcomas[J]. Arch Pathol Lab Med, 2011, 135(8):1001-9. |
| [28] | Shin NR, Jeong EH, Choi CI, et al. Overexpression of Snail is associated with lymph node metastasis and poor prognosis in patients with gastric cancer[J]. BMC Cancer, 2012, 12:521. |
| [29] | Ahmad A, Sarkar SH, Bitar B, et al. Garcinol regulates EMT and Wnt signaling pathways in vitro and in vivo, leading to anticancer activity against breast cancer cells[J]. Mol Cancer Ther, 2012, 11(10):2193-201. |
| [30] | Javelaud D, Pierrat MJ, Mauviel A. Crosstalk between TGF-β and hedgehog signaling in cancer[J]. FEBS Lett, 2012, 586(14): 2016-25. |
| [31] | Zeisberg M, Neilson EG. Biomarkers for epithelial-mesenchymal transitions[J]. J Clin Invest, 2009, 119(6):1429-37. |
| [32] | Lee KW, Lee NK, Ham S, et al. Twist1 is essential in maintaining mesenchymal state and tumor-initiating properties in synovial sarcoma[J]. Cancer Lett, 2014, 343(1):62-73. |